Микромеханические свойства и функциональная активность гранулоцитов при моделировании экзогенной нагрузки с АТФ in vitro

Цель работы – изучить микромеханические свойства и функциональную активность гранулоцитов в норме и у больных острым лимфобластным лейкозом при моделировании экзогенной нагрузки с АТФ в опытах in vitro.

Материалы и методы. Выделяли лейкоциты из крови больных острым лимфобластным лейкозом и здоровых людей. Каждую пробу делили на опытную и контрольную. В опытных пробах моделировали нагрузку с АТФ in vitro, лейкоциты контрольных проб инкубировали в культуральной среде без добавления АТФ. Модуль Юнга и силу адгезии измеряли на атомно-силовом микроскопе в режиме силовой спектроскопии. Потенциал поверхности клеток измеряли на атомно-силовом микроскопе в режиме моды Кельвина. Для оценки функциональной активности гранулоцитов использовали гипоосмотические тесты in vitro и определение миграционной активности.

Результаты. В тестах с экзогенной АТФ, как в пробах здоровых людей, так и больных острым лимфобластным лейкозом, установлено снижение жесткости и потенциала поверхности плазмалеммы, усиление адгезивных свойств лейкоцитов и миграционной активности. При этом ответы гранулоцитов на осмотическую нагрузку различались: так, в группе здоровых людей нагрузка с АТФ вызывала сжатие клетки и снижение использования мембранного резерва клеткой в гипотонической среде, а у пациентов больных ОЛЛ – увеличение объема и более интенсивное использование мембранного резерва в регуляции объема.

Заключение. Выявленные эффекты указывают на ведущую роль молекулы АТФ в механизмах сигнальной трансдукции между клетками крови в микроциркуляторном русле. Установленное в исследовании увеличение адгезивных свойств клеточной поверхности гранулоцитов, параллельно с усилением их миграционной активности под влиянием молекулы АТФ, может способствовать развитию воспаления в сосудистой стенке.

1. Burnstock G, Boeynaems JM. Purinergic signaling and immune cells. Purinergic Sign. 2014;(10):529–564. Doi: 10.1007/s11302-014-9427-2.

2. Erlinge P, Burnstock G. P2 receptors in cardiovascular regulation and disease. Purinergic Sign. 2008;(4):1–20. Doi: 10/10070s11302-007-9092-9.

3. Sprague RS, Stephenson AH, Ellsworth ML. Impared release of ATP from red nlood cells of humanwith primary pulmobary hypertension. Exp Biol and Med. 2001;226(5):434– 439. Doi: 10.1177/153537020122600507.

4. Leal Denis MF, Incicco JJ, Espelt MV, Verstraeten SV, Pignataro OP, Lazarowski ER, Schwarzbaum PJ. Kinetics of extracellular ATP inmastoparan 7-activated human erythrocytes. Biochim Biophys Acta. 2013;1830(10):4692–4707. Doi: 10/1016/j.bbagen.2013.05.033.

5. Di Virgilio F. Purines, purinergic receptors, and cancer. Cancer Res. 2012;72(21):1–7. Doi: 10.1158/0008-5472.CAN-12-1600.

6. Pellegatti P, Raffaghello L, Bianchi G, Piccardi F, Pistoia V, Di Virgilio F. Increased level of extracellular ATP at tumor sites: in vivo imaging with plasma membrane luciferase. PLoS ONE 2008;3(7):2599. Doi: 10/1371/journal.pone.0002599.

7. Использование наномеханического сенсора для изучения морфофункциональных свойств лимфоцитов здоровых доноров и больных хроническим лимфобластным лейкозом / М. Ю. Скоркина, М. З. Федорова, А. В. Муравьев, Е. А. Сладкова // Клет. техн. в биол. и мед. – 2012. – № 3. – С. 172–175.

8. Скоркина М. Ю., Шамрай Е. А., Сладкова Е. А. Измерение сил адгезии в системе «клетка-клетка» на основе технологий атомно-силовой микроскопии // Клет. техн. в биол. и мед. – 2017. – № 4. – С. 213–215.

9. Trautmann A. Extracellular ATP in the immune system: more than just a “danger signal” Sci. Signal 2009;2(56):6. Doi: 10.1126/scisignal.256pe6.

10. Verdier C, Couzon C, Duperray A, Singh P. Modeling cell interactions under flow. J. of Mathematical Biology. 2009; (58):235–259. Doi: 10.1007/s00285-008-0164-4.

11. Chen Yu, Corriden R, Inoue Y, Yip L, Hashiguchi, Zinjernagel A, Nizet V, Insel PA, Junger WG. ATP release guides neutrophil chemotaxis via P2Y2 and A3 receptors. Science. 2006;314(5806):1792–1795. Doi: 10.1126/science.1132559.

12. Goldman N, Chandler-Militello D, Langevin H, Nedergaard M, Takano T. Purine receptor mediated actin cytoskeleton remodeling of human fibroblasts. Cell Calcium 2013; 53(4):297–301. Doi: 10.1016/j.ceca.2013.01.004.

13. Yap B, Kamm RD. Cytoskeletal remodeling and cellular activation during reformation of neutrophils into narrow channels. J. Appl. Physiol. 2005;99(6):2323–2330. Doi: 10.1152/japplphysiol.00503.2005.

14. Ley K, Laudanna C, Cynulsky MI, Nourshargh S. Getting to the site of inflammation the leukocyte adhesion cascade updated. Nat. Rev. Imunol. 2007;(7):678–689. Doi: 10.1038/nri2156.

15. Bao Y, Ledderose C, Graf AF, Brix B, Birsak T, Lee A, Zang J, Junger WG. mTOR and differential activation of mitochondria orchestrate neutrophil chemotaxis. J. cell Biol. 2015; 210(7):1153–1164. Doi: 10/1083/jcb.201503066.

16. Hoffman EK, Lambert LH, Pedersen SF. Physiology of cell volume regulation in vertebrates. Physiol. Rev. 2009; 89(1):193–277. Doi: 10/1152/physrev.00037.2007.

17. Vrenken KS, Jalink K, van Leeuwen FN, Middelbeek J. Beyond ion-conduction: Channel-dependent and –independent roles of TRP channels during development and tissue homeostasis. Biochem. and Biophys. Acta. 2016;1863(6):1436–1446. Doi: 10/1016/j.bbamcr.2015.11.008.

18. Scheraga RG, Abraham S, Niese KA, Southern BD, Grove LM, Hite RD, McDonald C, Hamilton TA, Olman MA. TRPV4 mechanosensitive ion channel regulates lipopolysaccharide-stimulated macrophage phagocytosis. J. Immunol. 2016;196(1):428–436. Doi: 10.4049/jimmunol.1501688.

19. Chaffer CL, Weinberg RA. A perspective on cancer cell metastasis. Science. 2011;331(6024):1559–1564. Doi: 10.1126/science.1203543.